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合成脂質(zhì)體類姜黃素納米粒子的自組裝——結(jié)論、致謝！
來源：上海謂載 瀏覽 2210 次 發(fā)布時間:2021-11-18
四、結(jié)論
核-殼納米顆粒（或粘土結(jié)構(gòu)）的穩(wěn)定自組裝形成，姜黃素位于核中，納米粘土位于電暈中。粒子的典型尺寸為150 nm，表面帶負(fù)電（zeta電位~25 mV）。通過zeta電位（如圖3所示）、自組裝系統(tǒng)的能量（如圖5（B）和6（B）所示）、20天內(nèi)的恒定DLS計數(shù)率（如ESI?中的圖S3所示），確認(rèn)顆粒（由0.05%納米粘土形成）的穩(wěn)定性，以及20天后拍攝的SEM圖像的類似粒度分布（如ESI?中的圖S4所示）。組裝證明了疏水（核）和親水（殼）粒子與軟可調(diào)界面區(qū)共存。自組裝的主要原因是姜黃素納米顆粒之間的主要吸引力和納米粘土片提供的排斥力之間的復(fù)雜平衡。疏水區(qū)和親水區(qū)之間的界面區(qū)域在形成和穩(wěn)定過程中起著關(guān)鍵作用。它充分平衡了排斥屏障與姜黃素納米顆粒中普遍存在的疏水吸引力（如圖5（A）和6（A）所示），這阻止了姜黃素納米顆粒的聚集并導(dǎo)致粘粒組裝的形成。一些粘土顆粒的自組裝被發(fā)現(xiàn)對納米粘土團(tuán)的大小很敏感，因為它調(diào)節(jié)了系統(tǒng)中的排斥力。對于這些結(jié)構(gòu)的穩(wěn)定形成，存在一個臨界閾值大小的納米粘土團(tuán)簇（L<80nm和s<100nm）。隨著粘土顆粒自組裝電位的增大，一些粘土顆粒的自組裝電位降低。簡言之，我們最終證明，即使在沒有任何表面活性劑的情況下，當(dāng)相互作用力被調(diào)整以引起微妙的平衡時，在無機(jī)粘土血小板存在的情況下也可以形成脂質(zhì)體樣結(jié)構(gòu)或穩(wěn)定的姜黃素納米粒。所形成的粘粒結(jié)構(gòu)在生物物理學(xué)領(lǐng)域可能有不同的應(yīng)用。粘土小體組件預(yù)計對系統(tǒng)的pH值敏感，因此它可能適用于將裝載在堆芯中的貨物運送到目標(biāo)位置。
圖6足跡直徑對粘粒組件的影響。（A） 作為界面區(qū)域厚度函數(shù)的能量變化（L?60 nm，T?298 K，f?0.5，姜黃素納米顆粒半徑R?50 nm，疏水衰減長度x0?1 nm，界面張力?40 mN m-1）。（B） 粘粒–粘粒相互作用作為粒間分離D的函數(shù)，使用方程（5）計算。對于更大的封裝外形直徑，能量最小值變得更深，對于大于100 nm的s，能量最小值變得更有吸引力。
致謝
這項工作得到了尼赫魯大學(xué)授予NP的訪客獎學(xué)金的支持。NP和KR承認(rèn)印度政府科學(xué)技術(shù)部的激勵教員獎。我們感謝Akanksha Sharma博士在該大學(xué)高級研究儀器設(shè)備的SEM測量方面提供的幫助。NP感謝Matthias Weiss教授的實驗室設(shè)施和有用的討論。
參考
1 Y. Gao, C. Berciu, Y. Kuang, J. Shi, D. Nicastro and B. Xu, ACS Nano, 2013, 7, 9055–9063.
2 G. Helgesen, E. Svasand and A. T. Skjeltorp, J. Phys.: Condens. Matter, 2008, 20, 204127, DOI: 10.1088/0953-8984/20/20/ 204127.
3 M. Grzelczak, J. Vermant, E. M. Furst and L. M. Liz-Mirzan, ACS Nano, 2010, 4, 3591–3605.
4 A. K. Boal, F. Ilhan, J. E. DeRouchey, T. Thurn-Albrecht, T. P. Russell and V. M. Rotello, Nature, 2000, 404, 746–748.
5 Y. Xia, T. D. Nguyen, M. Yang, B. Lee, A. Santos, P. Podsiadlo, Z. Tang, S. C. Glotzer and N. A. Kotov, Nat. Nanotechnol., 2011, 6, 580–587.
6 G. M. Whitesides and B. Grzybowski, Science, 2002, 295, 2418.
7 E. E. Meyer, K. J. Rosenberg and J. Israelachvili, PNAS, 2006, 103, 15739–15746.
8 N. I. Lebovka, Adv. Polym. Sci., 2014, 255, 57–96.
9 A. S. Iglesias, M. Grzelczak, T. Altantzis, B. Goris, J. PerezJuste, S. Bals, G. V. Tendeloo, G. V. Stephan, H. Donaldson Jr, B. F. Chmelka, J. N. Israelachvili and L. M. Liz-Marzan, ACS Nano, 2012, 12, 11059–11065.
10 A. Laouini, C. Jaafar-Maalej, I. Limayem-Blouza, S. Sfar, C. Charcosset and H. Fessi, J. Colloid Sci. Biotechnol., 2012, 1, 147–168.
11 T. M. Allena and P. R. Cullis, Adv. Drug Delivery Rev., 2013, 65, 36–48.
12 M. J. Ostro and P. R. Cullis, Am. J. Hosp. Pharm., 1989, 46, 1576–1587.
13 A. Samad, Y. Sultana and M. Aqil, Curr. Drug Delivery, 2007, 4, 297–305.
14 P. da Silva Malheiros, D. J. Daroit and A. Brandelli, Trends Food Sci. Technol., 2010, 21, 284–292.
15 Z. Nie, A. Petukhova and E. Kumacheva, Nat. Nanotechnol., 2010, 5, 15–25.
16 E. Busseron, Y. Ruff, E. Moulin and N. Giuseppone, Nanoscale, 2013, 5, 7098–7140.
17 M. Rad-Malekshahi, L. Lempsink, M. Amidi, W. E. Hennink and E. Mastrobattista, Bioconjugate Chem., 2016, 27, 3–18.
18 R. M. Gorgoll, T. Tsubota, K. Harano and E. Nakamura, J. Am. Chem. Soc., 2015, 137, 7568–7571.
19 W. Lewandowski, M. Fruhnert, J. Mieczkowski, C. Rockstuhl and E. G′orecka, Nat. Commun., 2015, DOI: 10.1038/ ncomms7590.
20 M. M. Yallapu, M. Jaggi and S. C. Chauhan, Curr. Pharm. Des., 2013, 19, 1994–2010.
21 Y. Manolova, V. Deneva, L. Antonov, E. Drakalska, D. Momekova and N. Lambov, Spectrochim. Acta, Part A, 2014, 132, 815–820.
22 P. Anand, A. B. Kunnumakkara, R. A. Newman and B. B. Aggarwal, Mol. Pharm., 2007, 4, 807.
23 H. Hatcher, R. Planalp, J. Cho, F. M. Torti and S. V. Torti, Cell. Mol. Life Sci., 2008, 65, 1631.
24 Y. Zhang, C. Yang, W. Wang, J. Liu, Q. Liu, F. Huang, L. Chu, H. Gao, C. Li, D. Kong, Q. Liu and J. Liu, Sci. Rep., 2016, 6, 1– 12.
25 X. Yang, Z. Li, N. Wang, L. Li, L. Song, T. He, L. Sun, Z. Wang, Q. Wu, N. Luo, C. Yi and C. Gong, Sci. Rep., 2015, 5, 1–15.
26 D. Wang, S. M. Veena, K. Stevenson, C. Tang, B. Ho, J. D. Suh, V. M. Duarte, K. F. Faull, K. Mehta, E. S. Srivastan and M. B. Wang, Clin. Cancer Res., 2008, 14, 6228–6236.
27 V. Gupta, A. Aseh, C. N. Rios, B. B. Aggarwal and A. B. Mathur, Int. J. Nanomed., 2009, 4, 115–122.
28 R. K. Das, N. Kasoju and U. Bora, Nanomedicine, 2010, 6, 153– 160.
29 S. Bisht, G. Feldmann, S. Soni, R. Ravi, C. Karikar, A. Maitra and A. Maitra, J. Nanobiotechnol., 2007, 5, 3–21.
30 Y. He, Y. Huang and Y. Cheng, Cryst. Growth Des., 2010, 3, 1021–1024.
31 Bhawana, R. K. Basniwal, H. S. Buttar, V. K. Jain and N. Jain, J. Agric. Food Chem., 2011, 59, 2056–2061.
32 N. Pawar and H. B. Bohidar, Colloids Surf., A, 2009, 333, 120– 125.
33 B. Ruzicka, E. Zaccarelli, L. Zulian, R. Angelini, M. Sztucki, A. Moussaid, T. Narayanan and F. Sciortino, Nat. Mater., 2011, 10, 56–60.
34 R. K. Pujala, Dispersion Stability, Microstructure and Phase Transition of Anisotropic Nanodiscs, Springer Thesis, 2014, DOI: 10.1007/978-3-319-04555-9.
35 A. Faghihne jad and H. Zeng, Langmuir, 2013, 29, 12443– 12451.